Journal of Reproduction & Infertility

Journal of Reproduction & Infertility

Electron microscopic study of folliculogenesis after exposure to electromagnetic field

Authors
Leila Roshangar 1
Jafar Soleimanirad 2
1 Histology Department, Faculty of Medicine, Tabriz Medical Sciences University, Tabriz, Iran
2 Drug applied research center, Tabriz University of Medical ٍSciences, Tabriz, Iran
Abstract
Introduction: Humans are continuously exposed to harmful environmental factors, such as electromagnetic fields (EMF) produced by home appliances, diagnostic tools and industrial instruments. The adverse effects of electromagnetic field on biological systems has been shown by epidemiologic and experimental studies. However, the results about the exact mechanism of its actions and its effects on different organs are not conclusive. The present study is designed to investigate morphological effects of EMF on ovarian follicles, at cellular level, using electron microscope. Materials and Methods: For this purpose, 30 adult female wistar rats were used (15 as control and 15 as experimental group). The rats in experimental group were exposed to 3 milli Tesla EMF for 4h/day for 4 months. After the experimental period, the ovaries eblated from both experimental and control groups, after proper fixation and processing, the thin sections were studied by transmission electron microscopy (TEM). Morphometric studies were carried out on electron micrographs using measurements and counting techniques. The data were analysed using students T- test. Results: Electron micrographs revealed that in EMF exposed group, in comparison to control group, the oocytes had shrunk and the thickness of zona pellucida and the number of penetrated microvilli were significantly (P < 0.001) reduced (4.470.42 vs. 3.240.25 as 9.80.56 vs. 4.130.83 respectively). In the cytoplasm of oocytes from the experimental group the lamella were condensed. The granulosa cells from the EMF-exposed rats showed nuclear condensation and chromatin margination and several vacuoles appeared in their cytoplasm. The other morphological changes inclued; disappearance of mitochondrial cristaes, appearance of apoptotic signs such as separation from neighboring cells and appearance of apoptotic bodies. These changes were associated with an increase of macrophages. Conclusion: Our results suggest that EMF-exposure inhibits follicular growth and oocyte maturation by affecting cellular function, membrane changes and inducing apoptosis. It is concluded that EMF exposure, by the above mechanisms, could interfere with normal process of oogenesis and lead to subfertility.
Keywords
Apoptosis
Electromagnetic field
follicle
Granulosa cell
Ovary
Rat
Transmission electron microscope (TEM)

مقدمه

میدان‌های الکترومغناطیس (EMF) به‌عنوان یکی از فاکتورهای محیطی عامل ایجاد اختلالات ساختمانی و عملکردی به‌خوبی شناخته شده است و آگاهی عمومی در مورد اثرات سوء این میدانها بر سلامت رو به افزایش می‌باشد در حقیقت انسانها به‌صورت مستمر در معرض میدان‌های الکترومغناطیس حاصل از وسایل و لوازم خانگی، ابزارهای تشخیصی و صنعتی می‌باشند (1). این وسایل شامل خطوط فشار قوی، پتوهای الکتریکی، دستگاه MRI، ویدئو، ماکرویو، رادیو و تلویزیون، گوشی موبایل و ... می‌باشند که دارای فرکانس‌های بسیار متفاوتی هستند(2،3).

به‌طورکلی عقیده بر این است که میدان‌های مغناطیسی و الکتریکی موجود در محیط با طولانی کردن پایداری رادیکال‌های آزاد احتمال آسیب DNA را افزایش می‌دهند(4) و یا با اثر بر واکنش‌های شیمیایی و مولکول‌های باردار مجاور غشا عملکرد سلولها را تغییر می‌دهند(4).

میدان‌های الکترومغناطیسی اثرات خود را به طرق مختلف اعمال می‌کنند که از آن جمله می‌توان تغییر در میزان انتشار مواد از غشاء، تخریب باندهای اتصالی پروتئینها، اختلال در سنتز ماکرو مولکولها و تغییر در بازهای نوکلئوتیدی در DNA را نام برد(4و5).

خطرات ناشی از پرتوهای میدان‌های الکترومغناطیس بر فرایند تولیدمثل به صورت‌های کاهش باروری ، کاهش معنی‌دار میزان لانه‌گزینی و تولدهای زنده و بروز برخی ناهنجاری‌های مادرزادی گزارش شده است (9-6). مطالعات محدودی در مورد مکانیسم اثر میدان‌های الکترومغناطیس بر تولیدمثل با میکروسکوپ نوری انجام گرفته است. از آن جمله نشان داده شده که قرارگرفتن در معرض میدان‌های الکترومغناطیس می‌تواند باعث تغییرات مورفولوژیک در اپی‌تلیوم رحم و لوله‌های رحم شود(10). همچنین قرارگیری در معرض میدان‌های الکترومغناطیس باعث افزایش تراکم هسته سلول‌های گرانولوزا، تغییرات مورفولوژیک اووسیت و فراوانی بروز فولیکول‌های آترتیک و کیستیک می‌گردد(11). به نظر برخی از محققین آترزی فولیکولها در تخمدان ناشی از آپوپتوز و فعال شدن ژن‌هایی معین می‌باشد (14-12). نقش آپوپتوز در آترزی فولیکولها به‌طور گسترده‌ای تحت شرایط in vitro و in vivo در رت (16،15)، خوک (17)، هامستر(18)، جوجه (19)، خرگوش (20) و گاو (21) بررسی شده است. باتوجه به اثرات سوء میدان‌های الکترومغناطیس بر فرایند تولید مثل و قرارگیری روز افزون انسان در معرض میدان‌های فوق، شناخت دقیقتر آسیب‌های سلولی ناشی از میدان‌های الکترومغناطیس و مکانیسم عمل آنها ضروری به نظر می‌رسد. بنابراین، مطالعه فراساختاری اثرات میدان‌های الکترومغناطیس می‌تواند دانش ما را در مورد آسیب‌های ناشی از EMF در سطح سلولی افزایش دهد و به درک مکانیسم عمل میدان‌های الکترومغناطیس کمک نماید. از دیگر اهداف بررسی حاضر، مطالعه اثر القائی میدان‌های الکترومغناطیس بر بروز آپوپتوز در فولیکول‌های تخمدان می‌باشد.

مواد و روشها

جهت این بررسی30 رت ماده چهار ماهه نژاد ویستار با وزن تقریبی gr200-150 انتخاب شدند. حیوانات مذکور در قفس‌های پلاستیکی و در حیوانخانه مجهز به سیستم تهویه و در دمای C˚24، رطوبت 45% و تحت شرایط 12 ساعت تاریکی و 12 ساعت روشنایی پرورش یافتند. آب و غذا بدون محدویت در دسترس رت‌ها قرار ‌گرفت. رت‌ها به دو گروه کنترل و آزمایش تقسیم شدند (15 رت در گروه کنترل و 15 رت در گروه آزمایش ). رت‌های گروه آزمایش به‌مدت چهار ماه و روزانه 4 ساعت در معرض میدان الکترومغناطیس با شدت mT3 قرار گرفتند. میدان الکترومغناطیس به‌وسیله دستگاهی که با همکاری گروه فیزیک پزشکی دانشگاه علوم پزشکی تبریز ساخته شده بود تولید می‌شد که این دستگاه از دو پیچه هلمهولتز استوانه‌ای به‌ فاصله cm30 از یکدیگر تشکیل شده بود. قطر سیمها mm 1 و تعداد دور آنها در هر پیچه 560 دور بود. با عبور الکتریسته با جریان متناوب و فرکانس Hz50 میدان یکنواختی در حد فاصل سیم پیچها تولید می‌شد که این فضا برای قرارگیری 15 رت گنجایش داشت. برای جلوگیری از افزایش دما در محل قرارگیری رتها هم از لوله‌های متصل به آب خنک و هم از هواکش تعبیه شده به دستگاه استفاده می‌شد. بعد از اتمام دوره آزمایش رتها در هردو گروه کنترل و آزمایش با استفاده از اتر بیهوش و سپس نمونه‌های تخمدان جدا و در گلوتارآلدئید 2% تهیه شده با فسفات بافر M1/0 با 4/7= pH برای شش ساعت ثابت شدند. سپس نمونه‌ها به‌طور ثانویه در اسمیوم تتراکساید 1% ثابت گردیدند. پس از انجام مراحل آبگیری با استفاده از اتانول، شفاف‌سازی نمونه‌ها با پروپیلین اکساید انجام گردید و در آخرین مرحله نمونه‌ها در رزین قالب‌گیری شدند. مواد لازم برای فیکساسیون و قالب‌گیری از شرکت تورنیگوا(Thuringowa, Australia) تهیه شده بود.

برش‌های نیمه نازک یک میکرونی با استفاده از اولترامیکروتوم (Zeiss, Germany) تهیه و به‌وسیله تولوئیدین بلو رنگ‌آمیزی شدند. برش‌های نازک به روی گریدها منتقل و پس از رنگ‌آمیزی با یورانیل استات و سیترات سرب با میکروسکوپ الکترونی عبوری (LEO 200, Germany) بررسی شدند.

بررسی‌های مورفومتریک بر روی الکترون میکروگرافها به‌صورت اندازه‌گیری یا شمارش حداقل ده مورد از ساختمان مورد نظر در هر نمونه و تعین میانگین انجام شد. داده‌های حاصل در دو گروه با استفاده از T-test مورد آنالیز آماری قرار گرفتند. لازم به ذکر است جهت انجام آنالیز آماری نرم‌افزار آماری SPSS استفاده و 05/0= به عنوان سطح معنی‌داری در نظر گرفته شد.

نتایج

گروه کنترل: بررسی فرا ساختمانی فولیکول‌های در حال رشد نشان داد که اووسیت محصور شده با زوناپلوسیدا در هر فولیکول، به‌وسیله سلول‌های تاج پره‌ای احاطه شده بود. مقاطع میکروویلی‌های سلول‌های تاج پره‌ای و اووسیت که به زونا پلوسیدا نفوذ کرده بودند به‌وضوح قابل مشاهده بود. سلول‌های تاج پره‌ای در اطراف اووسیت به‌طور منظم و چسبیده به زوناپلوسیدا دیده می‌شد و اتصالات بین سلولی در بین آنها به‌وضوح قابل مشاهده بود (شکل شمارة 1).

در سیتوپلاسم اکثر اووسیت‌ها، میتوکندری‌ها به‌صورت کروی یا بیضوی و با کریستاهای محدود دیده شدند (شکل شمارة 2). در برخی از اووسیتها شبکه آندوپلاسمی دانه‌دار نیز در کنار میتوکندریها دیده ‌شد. ساختمان‌های میله‌ای و موازی یکدیگر که تحت عنوان تیغه‌های سیتوپلاسمی ، شناخته می‌شوند در تمام سیتوپلاسم اووسیت پراکنده بودند(شکل شمارة 2).

فولیکول‌های در حال رشد به‌وسیله لایه سلول‌های گرانولوزا و لایه‌های تک داخلی و خارجی احاطه شده بودند (شکل شمارة 3). سلول‌های گرانولوزا دارای هسته‌های یوکروماتیک و بیضوی و ارگانل‌های متعدد بودند. تک داخلی غنی از سلولها و رگ‌های خونی و تک خارجی غنی از رشته‌های کلاژن بود.

گروه آزمایش: در فولیکول‌های تخمدانی رت‌های تحت تأثیر میدان الکترومغناطیس، تغییرات فرا ساختمانی بارزی به‌شرح زیر دیده می‌شد: زوناپلوسیدا در مقایسه با گروه کنترل باریکتر و متراکم‌تر شده است (شکل شمارة4). مطالعه مورفومتریک نشان داد که پهنای زونا پلوسیدا در فولیکول‌های گروه کنترلmm 42/0±47/4 و در گروه تحت تاثیرEMF mm25/0±24/3 (با بزرگنمایی 3000) می‌باشد که این تفاوت از نظر آماری معنی‌دار بود(001/0P<).

تعداد مقاطع میکروویلی‌های با منشأ اووسیتی و گرانولوزایی در زوناپلوسیدا به‌طور واضحی نسبت به گروه کنترل کمتر دیده می‌شود (شکل شمارة4). شمارش میکروویلی‌ها نشان داد که میانگین تعداد آنها در هر سانتیمترمربع زوناپلوسیدا در گروه کنترل 56/0±8/9 و در گروه آزمایش 83/0±13/4 می‌باشد. تفاوت بین تعداد میکروویلی‌ها در واحد سطح زوناپلوسیدا، در دو گروه از نظر آماری معنی‌دار بود(001/0P<).

ارگانل‌های سیتوپلاسم اووسیت در گروه آزمایش نسبت به گروه کنترل پراکنده‌تر بودند و تیغه‌های سیتوپلاسمی در این گروه متراکم‌تر دیده می‌شدند. سلول‌های تاج پره‌ای در اطراف اووسیت متراکم و چروکیده شده‌اند و ضمن اینکه اتصالات بین سلولی از بین رفته این سلولها از زوناپلوسیدا نیز جدا شده‌اند (شکل شمارة5).

در لایه‌های گرانولوزا و تک داخلی و خارجی اطراف فولیکولها، برخی از سلول‌های تک داخلی دارای سیتوپلاسم وزیکوله می‌باشند (شکل شمارة 6). سلول‌های لایه گرانولوزا متراکم‌تر و در مواردی دارای سیتوپلاسم وزیکوله می‌باشند و به‌علت چروکیده شدن از سلول‌های مجاور فاصله گرفته‌اند (شکل شمارة 6).

شبکه آندوپلاسمی دانه‌دار در سلولها قابل تشخیص بود و میتوکندریها دارای کریستاهای مبهم بودند.

تیغه پایه این سلولها نامنظم و در برخی موارد پاره شده بود ( شکل شمارة6). در تعدادی از سلول‌های گرانولوزا غشاهای سلولی و اتصالات بین سلولی در ناحیه مجاور آنتروم از همدیگر جدا و به صورت نامنظم در مقایسه با گروه کنترل قرار گرفته بودند.

همچنین در برخی از سلول‌های گرانولوزای مجاور غشاء پایه، در گروه تحت تأثیر میدان الکترومغناطیس، واکـوئل‌های حـجیم، اجسـام آپوپتوزی و هسته تغییر شکل یافته و هلالی شکل دیده می‌شد (شکل شمارة 7).

در گروه تحت تاثیر میدان الکترومغناطیس، در مقاطع نیمه نازک که سطح بیشتری از بافت قابل مشاهده می‌باشد تعداد زیادی فولیکول آترتیک و کیستیک مشاهده گردید که در گروه کنترل بندرت مشاهده می‌شدند.

بحث

نتایج حاصل از بررسی حاضر بیانگر تغییرات دژنراتیو در فولیکول‌های تخمدانی پس از قرارگیری در معرض میدان الکترومغناطیس می‌باشد. این تغییرات در مقایسه با گروه کنترل شامل چروکیده شدن اووسیت‌ها، نازکتر شدن زوناپلوسیدا و کاهش تعداد میکروویلی‌های اووسیت و سلول‌های تاج پره‌ای است.

با توجه به اینکه زوناپلوسیدا به‌طور عمده توسط اووسیت سنتز می‌گردد(22) نازک شدن آن بیان کننده کاهش فعالیت اووسیت می‌باشد. از طرف دیگر عقیده بر این است که اتصالات منفذدار بین میکروویلی‌های اووسیت و سلول‌های تاج پره‌ای در زونا پلوسیدا در تغذیه و تکامل اووسیت نقش دارد (22). در بررسی حاضر نشان داده شد که سلول‌های تاج پره‌ای ضمن متراکم شدن و از دست دادن اتصالات بین سلولی از زوناپلوسیدا نیز فاصله گرفته‌اند. علاوه بر این، تعداد میکروویلی‌ها نیز در زوناپلوسیدا تحت تأثیر میدان الکترومغناطیس کاهش می‌یابد. بنابراین می‌توان گفت که این عوامل ممکن است به مهار مراحل بلوغ اووسیت منجر گردد. تغییرات حاصله را هم به اثرات غشائی(5) و هم به اثر سیتوتوکسیک میدان الکترومغناطیس و القاء آپوپتوز به‌وسیله آن می‌توان نسبت داد.

مطالعات حاضر همچنین نشان داد که سیتوپلاسم اووسیت در گروه آزمایش حاوی تیغه‌هایی است که در مقایسه با گروه کنترل متراکم‌تر شده‌اند. گرچه اهمیت عملکردی این ساختمانها مشخص نشده ولی تغییرات آنها می‌تواند همراه با تغییر در عملکرد سلول و زمینه‌ساز آترزی فولیکول باشد. از دیگر تغییرات ایجاد شده در سطح سلولی که با میکروسکوپ الکترونی قابل مشاهده بود کاهش اندازه میتوکندریها و از بین رفتن کریستا در آنها بود که باز می‌تواند به تغییر در عملکرد اووسیت منجر شود. تغییرات سلول‌های گرانولوزا به‌صورت متراکم شدن کروماتین هسته، پیدایش قطرات چربی فراوان و واکوئل‌های بزرگ، فاصله گرفتن این سلولها از سلول‌های مجاور می‌تواند نشانه شروع آپوپتوز در سلول‌های گرانولوزا باشد. پیدایش سلول‌های آپوپتوتیک در لایه گرانولوزا در گروه تحت تاثیر میدان الکترومغناطیس (شکل شمارة 7) موید این نظر می‌باشد. این ویژگی‌ها به‌عنوان علائم آپوپتوز توسط سایر محققین نیز گزارش گردیده است (17،23).

مطالعات انجام شده برای بررسی نقش آپوپتوز در شروع روند آترزی فولیکولها بیانگر حضور ماکروفاژهای متعدد در مجاورت فولیکول‌های آترتیک می‌باشد که این امر به دخالت آنها در شروع مکانیسم آپوپتوز نسبت داده شده است(24،25). ماکروفاژها به‌وسیله آزاد نمودن فاکتورهای کموتاکتیک (26) باعث شروع روند تخریب می‌گردند و در این میان فقط سلول‌های فیبروبلاست و سایر المانها و سلول‌های بافت همبند در دیواره فولیکول باقی می‌مانند و نهایتاً باعث تبدیل فولیکول به یک فولیکول کیستیک می‌گردند. نویسندگان این مقاله در بررسی قبلی خود ظهور فولیکول‌های کیستیک تحت تاثیر میدان‌های الکترومغناطیس در تخمدان را گزارش کرده‌اند (11،27). جلوگیری از رشد فولیکول‌های پره‌آنترال در محیط کشت (28) و جلوگیری از تمایز سلولی (29) تحت تاثیر میدان الکترومغناطیس قبلاً نیز گزارش شده است. از دیگر یافته‌های بررسی حاضر فراوانی فولیکول‌های آترتیک پس از قرارگیری در معرض میدان الکترومغناطیس بود، گرچه مکانیسم دقیق پیدایش فولیکول‌های آترتیک به‌خوبی شناخته نشده است ولی آسیب DNA می‌تواند به‌عنوان مکانیسم احتمالی شروع آپوپتوز و در نتیجه آترزی فولیکول باشد (12). عقیده بر این است که قرارگیری در معرض میدان‌های الکترومغناطیس می‌تواند با ایجاد رادیکال‌های آزاد اکسیژن، باعث آسیب DNA و شروع روند آپوپتوز شود(30). علاوه بر این، نشان داده شده است که ماکروفاژها توان تولید محصولات اکسیداتیو نظیر نیتریک اکسید(31)، رادیکال‌های سوپر اکسید و هیدروژن پراکسید(32) را دارا می‌باشند و سیتوکین‌های مشتق از ماکروفاژها مانند فاکتور رشد تغییردهنده آلفا نیز آپوپتوز را در سلول‌های تخمدانی القا می‌کند (33).

عقیده بر این است که پیدایش سلول‌های آپوپتوتیک به نوبه خود باعث افزایش تهاجم ماکروفاژها می‌گردند(24،25). ماکروفاژها در تخمدان سلول‌های دژنره را پاک‌سازی می‌کنند(34).

بر اساس نتایج این بررسی قرارگیری در معرض میدان میدان الکترومغناطیس باعث تغییرات در اووسیت، زوناپلوسیدا و سلول‌های تاج پره‌ای می‌گردد که می‌توانند منجر به آترزی فولیکولها و دژنره شدن اووسیتها گردند.

به‌نظر می‌رسد که علاوه بر تغییر در عملکرد سلولها، القای آپوپتوز به‌وسیله میدان‌های الکترومغناطیس عامل مهم دیگری برای مهار رشد فولیکولها و رسیدگی اووسیت می‌باشد.

دلایلی که بیانگر القاء آپوپتوز توسط میدان الکترومغناطیس می‌باشد عبارتند از: متراکم شدن هسته سلول‌های گرانولوزا، افزایش تعداد ماکروفاژها، ظهور واکوئول‌های متعدد در سلول‌های گرانولوزا، پیدایش قطرات چربی و پیدایش اجسام آپوپتوتیک.

تشکر و قدردانی

بدینوسیله از معاونت محترم پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی تبریز که با تامین هزینه‌های طرح امکان انجام طرح را مهیا نمودند تشکر و قدردانی می‌گردد.

  1. Michael H., Repacholi B., Greenebaum B. Inte-raction of static and extremely low frequency electric and magnetic fields with living systems: Health effects and research needs. Bioelectromag-netics.1999;20:133-160.
  2. Riminesi C., AndreucceHi D., Fossi R., Pezzati M. ELF magnetic field exposure in a neonatal intensive care unit. Bioelectromagnetics.2004;25:481-491.
  3. Brent R.L., Gordan W.E., Bennett W.R., Beck-man D.A. Reproductive and teratogenic effects of electromagnetic field. Reprod Toxicol.1993;7: 535-580.
  4. Barnes F.S. Some engineering models for inter-actions of electric and magnetic fields with biolo-gical systems. Bioelectromagnetics.1992;Sup1:67-85.
  5. Levin M. Bioelectromagnetics in morphogene-sis. Bioelectromagnetics.2003; 24:295-315.
  6. Cheronff N., Rogers J.M., Kavet R. A review of the literature on potential reproductive and developpmental toxicity of electric and magnetic fields. Toxicology.1992 ;74: 91-126.
  7. Ahmed E., Mohd ALI A ., Homa D.Long-term exposure of male and female mice to 50 HZ magnetic field: effects on fertility. Bioelectromag-netics.2002;23:168-172.
  8. Huuskonen H., Juutilainen J., Komulainen H. Effects of low frequency magnetic fields on fetal development in rats.Bioelectromagnetics.1993;14: 205-213.
  9. Chiang H., Wu R.Y., Shao B.J., Fu Y.D., Yao G.D., Lu D.J.Pulsed magnetic field from video display terminals enhances teratogenic effects of cytosine arabinoside in mice. Bioelectromagne-tics.1995;16:70-74.
  10. Soleimani Rad J., Rowshangar L., Karimi K. The effect of electromagnetic field on endometri-um. 17th Annual Meeting of ESHRE. Hum Rep-rod.2001;16(Abs1):p-190.
  11. سلیمانی راد جعفر، روشنگر لیلا، کریمی خسرو. اثرهای میدان الکترومغناطیس بر روند فولیکولوژنز در تخمدان. مجله علوم تشریح ایران، سال اول، زمستان81، شماره 1، صفحات 47-51.
  12. Gougeon A. Regulation of ovarian follicular development in primates: facts and hypotheses. Endo Rev.1996;17:121-155.
  13. Williams G.T., Smith C.A. Molecular regula-tion of apoptosis: genetic controls on cell death. Cell.1993;74:777-779.
  14. Wyllie A.H. Glucocorticoid-induced thymoc-yte apoptosis is associated with endogenous endo-nuclease activation. Nature.1980;284:555-556.
  15. Billg H., Furuta I., Hsueh A.J.Estrogens inhi-bit and androgens enhance ovarian granulose cell apoptosis. Endocrinology.1993;133:2204-2212.
  16. Chun S.Y., Eisenhauer K.M., Minami S., Bill-ig H., Perlas E., Hsueh A.J .Hormonal regulation of apoptosis in early antral follicles. Endocrino-logy.1996;137:1447-1456.
  17. Tilly J.L., Kawalski K.I., Schomberg D.W., Hsueh A.J. Apoptosis in atretic ovarian follicles is associated with selective decreases in messenger ribbonucleic acid transcripts for gonadotropin receptors and cytochrome P450 aromatase. Endo-crinology.1992;131:1670-1676.
  18. Bair C.H., Chung C.S., Vasilevskaya I.A., Chang W. Isolation and characterization of a Chinese hamster ovary mutant cell line with alt-ered sensitivity to vaccinia virus killing. J Virol. 1996;70:4655-4666.
  19. Tilly J.L., Kowalski K.I., Johnson A.L., Hsu-eh A.J.W. Involvement of apoptosis in ovarian follicular atresia and postovulatory regression. Endocrinology.1991;129:2799-2801.
  20. Kasuya K. The process of apoptosis during the follicular epithelial cells in the rabbit ovary with special reference to involvement by macrop-hages. Arch Histol.1995;58:257-264.
  21. Jolly P.D.,Tisdall T.J., Heath D.A., Kun S., Mcnatty K.P. Apoptosis in bovine granulose cells in relation to steroid synthesis, cyclic adenosine 3’,5’- monophosphate response to follicle stimula-ting hormone and luteinizing hormone, and foll-icular atresia. Biol Reprod.1994;51:934-944.
  22. Devine P.J., Payne C.M., Mccuskey M. K. Ultrastructural evaluation of oocytes during atres-ia in rat ovarian follicles. Biol Reprod.2000;63: 1245-1252.
  23. Hurwitz A., Adashi E.Y. Ovarian follicular atresia as an apoptotic process. Mol Cell Endo-crinol.1991;84:19-23.
  24. Byskov A.G.S. Cell kinetic studies of follicu-lar atresia in the mouse ovary. J Reprod Fertil. 1974;37:277-285.
  25. Gaytan F., Morales C., Bellido C., Aguilar E. Ovarian follicle macrophages:Is follicular atresia in the immature rat a macrophage mediated event? Biol Reprod.1998;58:52-59.
  26. Leonard E.J., Skeel A.H. Enhancement of spreading, phagocytosis and chemotaxis by macr-ophage stimulating protein (MSP). Adv Exp Med Biol.1980;121B:181-194.
  27. Soleimani Rad J., Roushangar L. Inhibitory effect of electromagnetic field on folliculogenesis: with and without HMG- induced ovulation. MEFS 2000, Beirut; November 15-18.
  28. Cecconi S., Gualtieri G., DiBartolomeo A., Troiani G., Cifone M.G., Canipari R. Evaluation of the effects of extremely low frequency electro-magnetic fields on mammalian follicle develop-ment. Hum Reprod.2000;15(11):2319-25.
  29. Yamaguchi D.T., Huang J., Wang P.K. Inhibi-tion of Gap Junction infercellular communication by extremely low- frequency electromagnetic fiel-ds in osteoblast- like Models is dependent on cell differentiation. J Cellular Physiol.2002;190:180-8.
  30. Fomenico D., Silvestri S.Biological effects of exposure to magnetic resonance imaging: an over-view. Biomed Engin.2004;3:1-12.
  31. Bredt D.S., Snyder S.H .Nitric oxide: a phy-siologic messenger molecule. Ann Rev Biochem. 1994;63:175-195.
  32. Sugino N., Shimamura K., Tamura H., Ono M., Nakamura Y., Ogino K. Progesterone inhibits superoxide radical production by mononuclear phagocytes in pseudopregnant rats.Endocrinology. 1996;137:749-754.
  33. Foghi A., Teeds K.j., Van der Donk H., Dorr-ington J. Induction of apoptosis in rat thecal/ interstitial cells by transforming growth factor plus transforming growth factor ? in vitro. J Endocrinol.1997;153:169-17.
  34. Elfont EA., Roszka J.P., Dimino M .J. Cyto-chemical studies of acids phosphatase in ovarian follicles: a suggested role for lysosomes in steroi-dogenesis. Biol Reprod.1977;17:787-795.
Journal of Reproduction & Infertility
Volume 5, Issue 4
Autumn 2004
Pages 299-307